1.Giới thiệu
       Cua biển Scylla sp sống chủ yếu trong vùng rừng ngập mặn từ Thái Bình Dương đến Ấn Độ Dương (Keenan, 1999). Với đặc điểm tăng trọng nhanh, kích thước lớn, giá trị kinh tế cao, dễ bảo quản. Nên cua biển được xem là đối tượng nuôi quan trọng ở vùng ven biển (Overton and Macintosh, 1997). Cua sống (đặc biệt là cua gạch) được tiêu thụ mạnh ở các nước Châu Á như: Nhật, Đài Loan, Hong Kong và Singapore… (Keenan, 1999; Agbayani, 2001). Trong khi đó, cua đông lạnh và cua lột được tiêu thụ mạnh ở Mỹ (Cholik, 1999; Tan, 1999; Keenan, 1999), đã đem lại một nguồn thu nhập tốt cho cư dân, sống ở vùng ven biển thuộc các nước Đông Nam Á (Overtonand and Macintosh, 1997; Le Vay, 2001; Walton et al. 2006). 
Có nhiều hình thức nuôi cua khác nhau được ứng dụng ở Việt Nam và các nước trên thế giới như nuôi cua lột, nuôi cua ốp thành cua chắc, nuôi cua gạch; nuôi trong ao đất, nuôi trong lồng, nuôi đăng quần, nuôi đơn, nuôi ghép (Dat, 1999) đã làm gia tăng áp lực khai thác con giống tự nhiên cho hoạt động nuôi thương phẩm (Le Vay, 2001), nhằm đáp ứng cua giống cho nhu cầu nuôi thương phẩm, giảm phụ thuộc vào nguồn giống tự nhiên. Các giải pháp cải tiến kỹ thuật để xây dựng quy trình sản xuất giống đã được áp dụng (De Pedro et al. 2007; Nghia et al. 2007). Tuy nhiên, trong quá trình sản xuất giống ở các trại thường nhiễm vi khuẩn, nấm (Lavilla and Peña, 2004) và nguyên sinh động vật (Cholik, 1999; Dat, 1999), thiếu hiểu biết về nhu cầu dinh dưỡng của ấu trùng và cua mẹ nuôi vỗ (Quinitio, 2004) dẫn đến tỷ lệ sống đến Cua thấp. Do đó bài báo “Một số bệnh thường gặp trên trứng và ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain)” được thực hiện nhằm tổng quan các bệnh, nguyên nhân gây bệnh trên cua qua đó giúp người nuôi hiểu và có biện pháp phòng ngừa thích hợp.
       2. Bệnh trên trứng và ấu trùng cua biển
       2.1. Bệnh do vi khuẩn
       2.1.1 Bệnh vi khuẩn phát sáng
       Bệnh phát sáng do vi khuẩn Vibrio Harvey gây ra. Đây là vi khuẩn gam âm có hình que, có khả năng phát sáng và rất dễ nhận biết chúng vào ban đêm (Hình 2.1). Chúng được xem là một trong những tác nhân chính, gây bệnh trên động vật thủy sản (Lightner, 1993). Vibrio Harvey là căn bệnh nguy hiểm và gây thiệt hại nặng nề cho các trại sản xuất giống cá và giáp xác (Baticados et al. 1990; Lavilla-Pitogo et al. 1992). Chúng thường được tìm thấy trên các loài giáp xác và cá ở vùng ven biển (Karunasagar et al. 1996). Trong trại sản xuất giống, chúng thường lây nhiễm và bùng phát bệnh trên ấu trùng cá và giáp xác khi quá trình khử trùng nguồn nước không tốt hoặc khâu khử trùng nguồn thức ăn tươi sống sử dụng cho ấu trùng chưa tốt (Karunasagar et al. 1996; Lavilla-Pitogo et al. 1992).  Ngoài ra, Vibrio havery cũng xâm nhập vào bể ương ấu trùng thông qua con đường cua mẹ nuôi vỗ. Theo Lavilla-Pitogo and de la pena (2004) Vibrio harveyi xâm nhập vào hệ thống nuôi vỗ khi cua mẹ bắt từ tự nhiên chưa được khử trùng tốt. Chúng xâm nhập vào hệ thống nuôi vỗ qua con đường phát tán từ cơ thể cua mẹ theo miệng ra môi trường bể nuôi sau đó chúng lây nhiễm cho trứng khi cua mẹ đẻ (Lavilla-Pitogo et al. 2001).  Chúng lây lan rất nhanh khi xâm nhập vào trại giống (Jithendrank et al. 2010), có thể gia tăng 2 đơn vị log/ngày (Quinitio et al. 2001). Ấu trùng thủy sản nhiễm bệnh phát sáng có thể được phát hiện khi quan sát bể ương vào ban đêm do chúng có khả năng phát ra ánh sáng màu xanh lục (Baticados et al. 1990). Khi ấu trùng nhiễm bệnh nặng sẽ giảm ăn, cơ thể có màu trắng đục và ấu trùng chết hàng loạt trong thời gian ngắn (Lavilla-Pitogo et al. 1992; Jithendrank et al. 2010). Nhưng chúng chỉ gây bệnh và gây thiệt hại trên động vật thủy sản, khi mật độ chúng dao động từ 102 - 103 cfu/ml (Lavilla - Pitogo et al. 2001). Do đó cần có biện pháp vệ sinh an toàn sinh học cho trại giống như: khử trùng nguồn nước trước khi cấp vào trại ương, nuôi, khử trùng thức ăn trước khi cho ấu trùng ăn, khử trùng cua mẹ trước khi thả vào bể đẻ, vệ sinh cơ thể trước khi bước vào trại…Để hạn chế lây lan mầm bệnh cho trại nuôi.

Hình 2.1: Vi khuẩn Vibrio harveyi

       2.1.2. Bệnh hoại tử vỏ
       Đây là một bệnh phổ biến thường gặp trên ấu trùng, giai đoạn cua giống và cua trưởng thành. Bệnh có nhiều tên gọi khác nhau như đốm nâu, đốm đen, bệnh vỏ hoặc bệnh phân hủy chitin. Các bệnh này điều do các vi khuẩn phân giải chitin gây ra, chúng bào mòn và phá vở lớp vỏ của giáp xác tạo thành lớp Melanin màu nâu hoặc đen trên vỏ giáp xác tại vị trí mà chúng xâm nhập (Lavilla-Pitogo and de la pena, 2004). Chúng tiết ra chất phân giải chitin trên vỏ giáp xác gây bào mòn lớp vỏ chitin và gây chết khi chúng bào mòn qua lớp vỏ chitin của giáp xác. Ấu trùng cua biển khi bị bệnh vỏ thì gai sống lưng sẽ ngắn (Hình 2.3) hơn ấu trùng bình thường (Hình 2.2), mất phụ bộ (Hình 2.4) và làm ấu trùng không thể khôi phục lớp vỏ như ban đầu sau khi lột xác do lớp vỏ củ đã bị bào mòn (Lavilla-Pitogo et al. 2000). 

Hình 2.2 Ấu trùng bình thường

Hình 2.3: Ấu trùng mòn gai lưng

Hình 2.4: Ấu trùng mất phụ bộ

       2.1.3. Bệnh vi khuẩn dạng sợi
       Vi khuẩn dạng sợi như Leucothrix mucor, Thriothrix sp và Flexibacter sp gây nhiễm trùng thứ cấp và biến đổi màu trên mang của vật chủ mà chúng gây bệnh. Ngoài ra chúng cũng gây bệnh trên bề mặt trứng của các loài giáp xác làm cho phôi chậm phát triển, thời gian ấp trứng lâu và tỷ lệ trứng hư cao do chúng cản trở quá trình lấy oxy trên màng trứng (Hình 2.5) (Jithendran et al. 2010). Vi khuẩn sợi cũng gây bệnh trên bề mặt của ấu trùng cua (Hình 2.6) làm ấu trùng cua trở nên hoạt động kém, giảm hô hấp, bắt mồi và thường bị bẩy lột xác (Fisher, 1977). Tuy nhiên, vi khuẩn sợi chỉ thường xuất hiện khi môi trường nước ương, nuôi bị ô nhiễm hoặc sức đề kháng của ấu trùng giảm sau mỗi lần lột xác. Chúng được xem là sinh vật chỉ thị môi trường. Tần suất xuất hiện của vi khuẩn sợi trong bể ương càng lớn thì môi trường nước ương càng nhiễm bẩn,  chứa nhiều vật chất hữu cơ từ thức ăn thừa và xác ấu trùng chết (Lavilla-Pitogo and de la pena, 2004). Do đó trong quá trình ương cần thường xuyên xiphon đáy bể để loại bỏ thức ăn thừa và ấu trùng yếu ra khỏi bể ương. Bên cạnh đó, nước cũng cần được xử lý kỹ trước khi câp vào bể ương ấu trùng.

Hình 2.5: Vi khuẩn sợi gây bệnh trên trứng cua biển

Hình 2.6: Vi khuẩn sợi gây bệnh trên ấu trùng cua biển

       2.2. Nấm    
       Ngoài vi khuẩn gây bệnh thì trong quá trình ương, nuôi. Trứng và ấu trùng cua biển cũng thường bị nhiễm một số loại nấm gây bệnh như: Lagenidium scyllae (Cholik, 1999), Haliphthoros philippinicus (Leano, 2002), Atkinsiella hamanaensis (Bian and Egusa, 1980), Sirolpidium sp và Halocrusticida sp gây ra (Hamasaki and Hatai, 1993; Lio-Po et al. 1985). Chúng có độ rộng muối lớn và có khả năng gây bệnh trên nhiều đối tượng thủy sản lợ mặn. Chúng là những nấm hình sợi phân nhánh và không có vách ngăn, dễ dàng quan sát trên trứng và trên ấu trùng (Hình 2.7) (Hamasaki and Hatai, 1993). Bian et al. (1979) cho rằng, ấu trùng có tỷ lệ chết rất cao khi nhiễm nấm Lagenidium sp. Ngoài ra, 3 loài nấm Fusarium sp, Lagenidium sp và Sirolpidium sp cũng làm cho ấu trùng suy yếu, bơi lội chậm chạp, giảm bắt mồi, không lột xác và chết hàng loạt (De Pedro et al. 2007; Kaji et al. 1991). Ấu trùng mới nở thường dễ nhiễm nấm hơn do lớp vỏ còn mỏng (Lavilla-Pitogo and de la pena, 2004). Tuy nhiên, nấm chỉ xuất hiện sinh sản và lây lan rất nhanh khi môi trường nước ương, nuôi bị nhiễm bẩn (Lio-Po et al. 1982). Ngoài ra, thời gian ấp sẻ kéo dài khi trứng cua bị nhiễm nấm. Cua sẽ thải bỏ trứng chúng đang ôm và trứng có thể không nở khi cường độ nấm nhiễm trên trứng cao (Zafran et al. 1998; Lio-Po et al. 1982; Nakamura and Hatai, 1995). Leano (2002) đã báo cáo, Haliphthoros sp chiếm ưu thế trong quần thể nấm gây bệnh trên trứng cua Scylla serrata. Chúng phá hủy màng trứng và hấp thu chất dinh dưỡng bên trong của trứng. Làm cho trứng bị hư và không nở. Bằng một số thí nghiệm cảm nhiễm, Bian and Egusa (1980) đã chứng minh rằng, Atkinsiella hamanaensis làm cho tỷ lệ trứng cua biển Scylla sp không nở cao hơn rất nhiều lần so với Lagenidium scyllae. Do đó, trong quá trình ương, nuôi cần thường xuyên xiphon, duy trì chất lượng nước tốt trong bể ương, thường xuyên theo dõi hoạt động của ấu trùng để có biện pháp thích hợp cho phòng và điều trị bệnh nấm. 

 Hình 2.7: Nấm gây bệnh trên trứng và ấu trùng cua biển 

       2.3. Protozoa
       2.3.1. Protozoa đơn bào không di động
       Các sinh vật đơn bào thuộc các chi như: Vorticella, Epistylis, Zoothamnium, Acineta phân bố rộng rãi và gây bệnh trên nhiều đối tượng cá và giáp xác (Carman and Dobbs, 1997; Lavilla-Pitogo et al. 2000). Chúng thường xuất hiện và gây bệnh trên trứng, trên ấu trùng cua biển khi chất lượng nước bể ấp, bể ương giàu hữu cơ và vật chất dinh dưỡng (Jithendran et al. 2010). Chúng có khả năng gây cản trở quá trình hô hấp của trứng và ấu trùng làm trứng chậm nở hoặc không nở và ấu trùng có thể chết hàng loạt khi mật độ cảm nhiễm cao (Hình 2.8 A, B, C, D) (Carman and Dobbs, 1997). Một loài ký sinh trùng mới được phát hiện trên trứng cua Scylla serrata ở Úc, cũng có khả năng làm 100% trứng cua không nở như loài Zoothamnium sp và Lagenidium sp (Kvingedal et al. 2006). Ngoài ra ấp trứng trong nhiệt độ thấp cũng làm trứng không nở hoặc nở một phần do thời gian ấp kéo dài thì cường độ cảm nhiễm và thành phần loài gây bênh trên trứng cũng đa dạng hơn (Hình 2.9 A, B, C, D) (Lavilla-Pitogo et al. 2000). Ngoài gây bệnh trên trứng cua thì chúng cũng thường ký sinh trên các phụ bộ của ấu trùng gây cản trở quá trình bơi lội, bắt mồi và gây trở ngại cho quá trình lột xác và ấu trùng chết hàng loạt (Hình 2.10 A, B, C) (Carman and Dobbs, 1997; Lavilla-Pitogo et al. 2000; Dat, 1999; Jithendran et al. 2010). Tuy nhiên, bệnh có thể được hạn chế khi bể ương thường xuyên được xiphon và thay nước loại bỏ thức ăn thừa. Bênh cạnh đó, việc duy trì hàm lương oxy hòa tan trong bể trên 5 mg/L cũng giảm bùng phát bệnh. 

Hình 2.8: Ký sinh trùng gây bệnh trên trứng cua biển

Hình 2.9: Nhiều loài ký sinh trùng cùng gây bệnh trên trứng

Hinh 2.10: Ký sinh trùng gây bệnh trên ấu trùng

       3. Bệnh trên cua mẹ nuôi vỗ
       3.1. Bệnh đốm nâu đốm đen
       Đây là một bệnh phổ biến thường gặp trên cua trưởng thành. Bệnh có nhiều tên gọi khác nhau như đốm nâu, đốm đen, bệnh vỏ hoặc bệnh phân hủy chitin. Bệnh này điều do các vi khuẩn phân giải chitin gây ra, chúng bào mòn và phá vở lớp vỏ của giáp xác tạo thành lớp Melanin màu nâu hoặc đen trên vỏ giáp xác, tại vị trí chúng xâm nhập. Một số vi khuẩn phân giải chitin có hình que và gram âm như Vibrio vulnificus, Vibrio nereis, Vibrio fischeri và Vibrio fluvialis, 30 – 50% vi khuẩn Pseudomonas sp, Aeromonas sp và Spirillum sp (Lavilla-pitogo et al. 2001). Bệnh đốm nâu đốm đen rất ít gặp khi cua mẹ mới thả vào hệ thống nuôi vỗ nhưng nó rất phổ biến trên cua mẹ nuôi vỗ nhiều ngày. Chúng bao gồm tập hợp nhiều vi sinh vật như tảo lam, vi khuẩn, trùng roi, trùng lông và tuyến trùng (Lavilla-Pitogo  et al. 2001). Bệnh này có thể làm cua mẹ không đẻ hoặc đẻ rất ít trứng, thậm chí có thể gây chết cua mẹ (Jithendran et al. 2010). Tuy nhiên, trong điều kiện nuôi nhốt bệnh có thể được kiểm soát bằng hình thức giảm mật độ nuôi và vệ sinh tốt hệ thống nuôi.
       3.2. Ký sinh trùng
       Loài ký sinh trùng Octolasmis spp phân bố rộng trong môi trường nước lợ, mặn (Hudson and Lester, 1994; Jeffries et al. 1992; Voris et al. 1994). Chúng thường ký sinh trên giáp xác ở giai đoạn trưởng thành (Jeffries et al. 1985; Jeffries et al. 1989). Jeffries et al (1992) đã báo cáo, tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng Octolasmis sp phụ thuộc vào giai đoạn và giới tính cua. Cua trưởng thành có tỷ lệ nhiễm cao hơn cua giống và cua cái thường có tỷ lệ nhiễm cao hơn cua đực (Jeffries et al. 1985; Voris et al. 1994). Octolasmis sp ký sinh trên lớp vỏ chitin của các khớp cua (Hình 2.11 A) (Jeffries et al. 1989), trên mang cua gây cản trở quá trình lấy oxy và thải khí CO2 ở mang cua (Hình 2.11 B) (Hudson and lester, 1994; Jeffries et al. 1985), làm cua giảm bắt mồi hoặc chết khi cường độ nhiễm cao (Jeffries et al. 1992; Overstreet, 1988; Lavilla-Pitogo et al. 2001). Tuy Octolasmis sp gây ảnh hưởng xấu đến cua trưởng thành nhưng vẫn chưa có biện pháp phòng trị bệnh loại ký sinh trùng này (Lavilla-Pitogo et al. 2001).\

Hình 2.11: Cua bệnh ký sinh trùng Ostolasmis cor

       3.3. Buồng trứng đen
       Hiện tượng cua có buồng trứng đen thường gặp ở cua mẹ nuôi vỗ trong bể được cho ăn bằng thức ăn nhân tạo trong thời gian dài. Bệnh do sự tích tụ sắc tố melanin hoặc thiếu vitamin C trong thức ăn (Hình 2.12) (Djunaidah et al. 2003; Millamena and Quinitio, 2000). Lightner et al (1977) đã báo cáo, vitamin C rất quan trọng trong nuôi vỗ bố mẹ. Cá thể bố mẹ nuôi vỗ sẽ yếu, có sức đề kháng yếu, dễ mắt bệnh khi trong khẩu phần ăn thiếu vitamin C. Báo cáo tương tự cho thấy, Cua không thể đẻ hoặc chỉ đẻ một phần khi buồng trứng đen hoặc trong khẩu phần ăn thiếu vitamin C (Djunaidah et al. 2003; Millamena and Quinitio, 2000). Do đó, trong nuôi vỗ cua mẹ cần cho ăn đầy đủ chất dinh dưỡng để nâng cao sức đề kháng và tỷ lệ đẻ cho cua mẹ nuôi vỗ. 

 Hình 2.12: Buồng trứng đen do thiếu vitamin C

       4. Kết luận
       Trong suốt quá trình ương trứng và ấu trùng cua thường nhiễm bệnh nấm, ký sinh trùng và vi khuẩn. Chúng thường xuất hiện và gây chết trứng hoặc ấu trùng khi môi trường nước ương nuôi giàu vật chất hữu cơ và thức ăn thừa.
       Trong quá trình nuôi vỗ cua mẹ cũng thường mắc các bệnh do vi khuẩn và ký sinh trùng gây ra. Chúng nhiễm các mầm bệnh đó từ tự nhiên hoặc phát sinh trong thời gian nuôi vỗ do chất lượng nước kém hoặc lây lan giữa các bể trong trại sản xuất giống.
       Tỷ lệ đẻ và tỷ lệ sống, biến thái của ấu trùng cũng phụ thuộc nhiều vào chất lượng thức ăn cung cấp cho cua mẹ và cho ấu trùng.

Ths. Nguyễn Thị Tiên - Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau

5. Tài liệu tham khảo
Agbayani, R.F, 2001. Production economics and marketing of Mud Crabs in the Philippines. Asian Fisheries Science. 14: 201-210. 
Baticados, M.C.L., C.R. Lavilla-Pitogo., E.R. Cruz-Lacierda., L.D. de la Peña. and N.A. Suñaz, 1990. Studies on the chemical control of luminous bacteria Vibrio harveyi and V. splendidus isolated from diseased Penaeus monodon larvae and rearing water. Diseases of Aquatic Organisms. 9: 133-139.
Bian, B.Z., K. Hatai., G.L. Po. and S. Egusa, 1979. studies on the fungal diseases in crustaceans. I. Lagenidium scyllae sp nov. isolated from cultivated ova and larvae of the mangrove crab (Scylla serrata). Transactions of the Mycological Society of Japan, 20:115 – 124.
Bian, B.Z. and S. Egusa, 1980. Atkinsiella hamanaensis sp. nov. isolated from cultivated ova of the mangrove crab, Scylla serrata (Forsskal). Journal of Fish Disease,  3: 373 – 385.
Carman, K.R. and F.C. Dobbs, 1997. Epibiotic microorgansisms on copepods and other marine crustaceans. Microscopy Research Technique, 37: 116-135.
Cholik, F., 1999. Review of mud crab research in Indonesia. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 14 - 20.
Dat, H.D, 1999. Description of mud crab (Scylla spp.) culture methods in Vietnam. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 67 - 71.
De Pedro, J.B., E.T. Quinitio. and F.D. Parado-Estepa, 2007. Formalin as an alternative to trifluralin as prophylaxis against fungal infection in mud crab Scylla serrata (Forsskål) larvae. Aquaculture Research, 38: 1554 -1562.
Djunaidah, I.S., M. Wille., E.K. Kontara. and P. Sorgeloos, 2003. Reproductive performance and offspring quality in mud crab (Scylla paramamosain) broodstock fed different diets. Aquaculture International, 11: 3-15
Fisher, W.S, 1977. Epibiotic microbial infestations of cultured crustaceans. Proceedings of the annual meeting - World Mariculture Society, 8: 673 – 684.
Hamasaki, K. and K. Hatai, 1993. Prevention of fungal infection in the eggs and larvae of the swimming crab Portunus trituberculatus and the mud crab Scylla serrata by bath treatment with formalin. Nippon Suisan Gakkaishi, 59: 1067-1072.
Hudson, D.A. and R.J.G. Lester, 1994. Parasites and symbionts of wild mud crabs Scylla serrata (Forskal) of potential significance in aquaculture. Aquaculture, 120: 183-199.
Jeffries, W.B., H.K. Voris. C.M. Yang, 1985. Growth of Octolasmis cor (Aurivillius, 1892) on the gills of Scylla serrata (Forskal, 1755). Marine Biological Laboratory, 169: 291-296.
Jeffries, W.B., H.K. Voris. and C.M. Yang, 1989. A new mechanism of host colonization: pedunculate barnacles of the genus Octolasmis on the mangrove crab Scylla serrata. Ophelia, 31: 51-58.
Jeffries, W.B., H.K. Voris. and S. Poovachiranon, 1992. Age of the mangrove crab Scylla serrata at colonization by stalked barnacles of the genus Octolasmis. Marine Biological laboratory, 182: 188-194.
Jithendran, K.P.M., C. Poornima., P. Balasubramanian. and Kulasekarapandian. 2010. 2010. Diseases of mud crabs (Scylla spp.): an overview. Indian Journal Fish, 57: 55 – 63. 
Kaji, S., M. Kanematsu., N. Tezuka., H. Fushimi. and K. Hatai, 1991. Effects of formalin bath on Haliphthoros infection on ova and larvae of the mangrove crab Scylla serrata. Nippon Suisan Gakkaishi, 57: 51-55.
Karunasagar, I., S.K. Otta. and I. Karunasagar, 1996. Biofilm formation by Vibrio harveyi on surfaces. Aquaculture, 140: 241-245.
Keenan C.P, 1999. Aquaculture of the mud crab, Genus Scylla - past, present and future. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 14 - 20.
Kvingedal, R., Owens, L., and Jerry, D. R. 2006. A new parasite that infects eggs of the mud crab, Scylla serrata, in Australia. Journal Invertebr Pathol, 93: 54 - 59.
Lavilla-Pitogo, C.R., L.J. Albright., M.G. Paner. and N.A. Suñaz, 1992. Studies on the sources of luminescent Vibrio harveyi in Penaeus monodon hatcheries. In: Shariff, M., R.P. Subasinghe. and J.R Arthur (Editors), 1992. Diseases in Asian Aquaculture I, Fish Health Section, Asian Fisheries Society, Manila, Philippines. 157-164.
Lavilla-Pitogo, C.R., G.D. Lio-Po., E.R. Cruz-Lacierda., E.V. Alapide-Tendencia. and L.D. de la Peña, 2000. Diseases of Penaeid Shrimps in the Philippines. Second Edition, Aquaculture Extension Manual No. 16. SEAFDEC, Aquaculture Department, Iloilo, Philippines. 83p
Lavilla-Pitogo, C.R., H.S. Marcial., S.A.G. Pedrajas., E.T. Quinitio. and O.M. Millamena, 2001. Problems associated with tank-held mud crab (Scylla spp.) broodstock. Asian Fisheries Science. 14: 217 – 224.
Lavilla-Pitogo, C. R. and L.D. de la Peña, 2004. Diseases in eggs and larvae. In: Lavilla-Pitogo, C. R. and L.D. de la Peña (Editors), 2004. Diseases in farmed mud crabs Scylla spp. : diagnosis, prevention, and control. Tigbauan, Iloilo, Philippines: SEAFDEC Aquaculture Department: 11 – 36.
Leano, E. M, 2002. Haliphthoros spp. from spawned eggs of captive mud crab,  Scylla serrata, broodstocks.  Fungal Diversity, 9: 93 - 103.
Le Vay, L. 2001. Ecology and management of mud crab Scylla  spp. Asian Fisheries Science, 14: 101 - 112. 
Lio Po, G.D., M.E.G. Sanvictores., M.C.L. Baticados. and C.R. Lavilla, 1982. In vitro effect of fungicides on hyphal growth and sporogenesis of Lagenidium spp. isolated from Panaeus monodon larvae and Scylla serrata. Journal Fish Disease, 5: 97 - 112.
Lio-Po, G.D., M.C.L. Baticados., C.R. Lavilla. and M.E.G. Sanvictores, l985. In-vitro effects of fungicides on Haliphthoros philippinensis. Journal of Fish Disease, 8: 359-365.
Lio Po, G.D. and E.G. Sanvictores, 1986. Tolerance of Penaeus monodon eggs and larvae to fungicides against Lagenidium sp. and Haliphthoros philippinensis. Aquaculture, 51: 161 – 168.
Lightner, D.V. 1993. Diseases of penaeid shrimp. In: Mcvay, J.P (Editors), 1993. Crustacean Aquaculture. Boca Raton. USA. 544 pp
Lightner, D.V., L.B. Colbin., C. Brandt. and D.A. Danald, 1977. Black death, a disease syndrome related to a dietary deficiency of ascorbic acid. Proceedings of the annual meeting - World Mariculture Society, 8: 611-623
Millamena, O.M. and E.T. Quinitio, 2000. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture, 181: 81-90.
Nakamura, K. and K. Hatai, 1995. Three species of Lagenidiales isolated from the eggs and zoeae of the marine crab Portunus pelagicus. Mycoscience, 38: 87-95.
Nghia, T.T., M. Wille., T.C. Binh., H.P. Thanh., N.V. Danh. and P. Sorgeloos, 2007. Improved techniques for rearing mud crab Scylla paramamosain (Estampador 1949) larvae. Aquaculture Research, 38: 1539 – 1553
Overstreet, R.M, 1988.  Aquatic pollution problems, Southeastern U.S. coast: histopathological indicators.  Aquatic Toxicology, 11: 213-239.
Overton, J.L. and D.J. Macintosh, 1997. Mud crab culture: Prospects for the small-scale Asian farmer. Infofish International, 5: 26 – 28.
     Parado-Estepa F.D. and E.T. Quinitio, 1999. Larval survival and megalopa production of Scylla sp. at different salinities. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 174 - 177.
Quinitio, E.T., F.D. Parado-Estepa., O.M. Millamena., E. Rodríguez. and E. Borlongan, 2001. Seed production of mud crab  Scylla serrata juveniles. Asian Fisheries Science, 14: 161 - 174. 
Quinitio, E.T. and F.D. Parado-Estepa, 2003. Biology and Hatchery of the Mud Crabs Scylla spp. Aquaculture Extension Manual No. 34, SEAFDEC Aquaculture Department, Iloilo, Philippines. 42 p
Quinitio, E.T, 2004. Mud crab hatchery and grow-out status in the Philippines. In: Allan, G. and D. Fielder (Editors), 2004. Mud Crab Aquaculture in Australia and Southeast Asia. Proceedings of the ACIAR Crab Aquaculture Scoping Study and Workshop 28–29 April 2003, Joondooburri Conference Centre, Bribie Island, Australia: 53 – 56.
Tan, E.S.P, 1999. Malaysian Crab research. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 25 - 26.
Voris, H.K., W.B. Jeffries. and S. Poovachiranon, 1994. Patterns of distribution of two barnacle species on the mangrove crab, Scylla serrata. Marine Biological Laboratory, 187: 346-354.
Walton, M.E.M., L. Le Vay., J.H. Lebata., J. Binas. and J.H, 2006. Seasonal abundance, distribution and recruitment of mud crabs (Scylla sp) in replanted mangroves. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 66: 493 – 500.
Zafran., D. Rosa., I. Koesharyani. and F. Johnny, 1998. Manual for Fish Disease Diagnosis: Marine Fish and Crustacean Diseases in Indonesia. Gondol Research Station for Coastal Fisheries, Bali, Indonesia. 44 p