Mở đầu
       Bệnh hoại tử gan tụy cấp tính (AHPND) hiện được coi là một trong những bệnh do vi khuẩn nguy hiểm nhất ở tôm nuôi. Bệnh này do Vibrio parahaemolyticus gây ra, được báo cáo gây thiệt hại hàng năm trên 1 tỷ USD. AHPND gần đây diễn biến phức tạp hơn và gây thiệt hại nặng nề cho người nông dân. Vì vậy, việc tìm giải pháp phòng ngừa bệnh vi khuẩn cho tôm nuôi là cần thiết. Thuốc, hóa chất và chất bổ sung có chứa kháng sinh, chất khử trùng và men vi sinh, v.v., thường được sử dụng để ngăn ngừa và điều trị AHPND. Tuy nhiên, các chất này có hiệu quả xử lý thấp và có thể gây ra một số tác động không mong muốn như ảnh hưởng xấu đến môi trường, sức khỏe động vật và con người, chất lượng thủy sản.

       Sử dụng chiết xuất thảo dược mang lại những lợi ích nhất định như rẻ tiền, dễ bào chế và sử dụng, hiệu quả cao nhờ dễ hấp thu, ít/không có tác dụng phụ, không ảnh hưởng đến môi trường và không gây tác hại nghiêm trọng cho vật nuôi và con người. Một số nghiên cứu trước đây cho thấy tác dụng tích cực của việc sử dụng chiết xuất thảo dược đối với việc tăng cường hệ thống miễn dịch của động vật thủy sản và ức chế vi khuẩn gây bệnh. Vì vậy, nghiên cứu này được thực hiện nhằm tìm hiểu kỹ lưỡng về tiềm năng của các loại thảo dược phổ biến ở miền Nam Việt Nam trong việc ức chế V. parahaemolyticus gây bệnh hoại tử gan tụy cấp tính và có thể sử dụng trong nuôi tôm. Để đạt được mục tiêu này, các thí nghiệm chính bao gồm sàng lọc hoạt động ức chế vi khuẩn của chiết xuất thảo dược và kiểm tra tác dụng của chiết xuất thảo dược trên tôm bị nhiễm vi khuẩn gây bệnh đã được tiến hành. Tin rằng kết quả nghiên cứu sẽ đóng góp rất nhiều kiến thức khoa học về tác dụng của chiết xuất thảo dược trong việc phòng và điều trị bệnh nặng cho tôm.

       2. Phương pháp
       2.1. Chiết xuất dược liệu và xác định khả năng ức chế vi khuẩn gây bệnh AHPND

       Trong nghiên cứu này, các mẫu lá của mười cây thảo dược bao gồm 1. Hibiscus sabdariffa, 2. Mimosa pirga, 3. Eucalyptus globulus, 4. Melaleuca leucadendron, 5. Pithecellobium dulce, 6. Annona squamosa, 7. Sesbania sesban, 8. Limonia acidissima, 9. Averrhoa carambola, và 10. Piper sarmentosum

       Xác định hoạt tính kháng khuẩn của dược liệu và xác định nồng độ chất ức chế tối thiểu (MIC), xác định nồng độ diệt khuẩn tối thiểu (MBC)

       2.2. Ảnh hưởng của chiết xuất thảo dược đến sự tăng trưởng của tôm và khả năng kháng AHPND
       2.2.1 Thí nghiệm ảnh hưởng của dịch chiết thảo dược đến các thông số sinh trưởng và huyết học ở tôm thẻ chân trắng

       Chuẩn bị thức ăn cho tôm được phủ chiết xuất thảo dược: Ba mẫu chiết xuất thảo dược, có hoạt tính kháng khuẩn được xác định là “nhạy cảm”, được sử dụng ở nồng độ 1% cho thí nghiệm này. Thức ăn viên (42% protein, CP, Việt Nam) được phủ chiết xuất thảo dược với nồng độ 1% trọng lượng. Thức ăn viên còn được phủ một lớp dầu mực thứ hai với trọng lượng 2% (mua từ công ty Vemedim, Việt Nam). Để xử lý đối chứng, thức ăn viên chỉ được phủ một lớp dầu mực. Các viên thức ăn được bọc sau đó được bảo quản ở 4°C.

       Cứ 5 ngày một lần trong thời gian thí nghiệm, hiệu suất tăng trưởng của tôm như tốc độ tăng trưởng về trọng lượng và chiều dài được ghi lại. Năm con tôm được bắt ngẫu nhiên để cân và đo chiều dài. Chiều dài tôm được đo từ đầu mõm đến đỉnh thân. Căn cứ vào trọng lượng và chiều dài của tôm, hiệu suất tăng trưởng của tôm được tính theo công thức (i), (ii), (iii) và (iv). Kết thúc thí nghiệm (ngày thứ 30), tỷ lệ sống của tôm được tính theo công thức (v) nêu dưới đây.

Phản ứng miễn dịch (thông số huyết học) của tôm thí nghiệm

       Trong thí nghiệm in-vivo, tổng số lượng tế bào máu (THC), số lượng từng loại tế bào máu (DHC) đã được kiểm tra ở ba giai đoạn: vào ngày thứ nhất (ban đầu), ngày thứ 15 (giữa) và ngày thứ 30 (cuối). Việc đếm được nhân lên gấp ba lần; do đó có tổng cộng 9 mẫu trong mỗi nghiệm thức.

       2.2.2 Ảnh hưởng của chiết xuất thảo dược đến khả năng kháng AHPND của tôm (VpAHPND)

       Sau 30 ngày cho ăn bằng chiết xuất thảo dược (xem phần 2.3.1), tôm bị nhiễm V. parahaemolyticus theo phương pháp. Cá thể tôm được ngâm trong huyền phù V. parahaemolyticus với mật độ 2x107 CFU/mL trong 15 phút. Đối với đối chứng âm tính, tôm được ngâm trong môi trường TSB đã khử trùng có chứa 1,5% NaCl. Sau đó, tôm được nuôi trong xô nhựa 150 L chứa 120 L nước biển có độ mặn 15 ppt. Nước biển trong bể cũng được bổ sung V. parahaemolyticus để đạt mật độ 106 CFU/mL. Không có vi khuẩn V. parahaemolyticus được thêm vào nước biển của thùng đối chứng âm tính
       Trong thí nghiệm này, mật độ V. parahaemolyticus trong gan tụy của tôm được thử nghiệm đã được xác định. Gan tụy được lấy mẫu lần đầu tiên vào ngày thí nghiệm đầu tiên (trước khi nhiễm V. parahaemolyticus). Sau đó, lấy mẫu thêm 3 lần: vào ngày 5, 10 và 14. Trong mỗi thùng, ba con tôm được lấy mẫu ngẫu nhiên. Số lượng vi khuẩn trong gan tụy được xác định bằng phương pháp đếm trên đĩa thạch.

       Vào ngày thứ 14 (ngày cuối cùng của thí nghiệm), các dấu hiệu bệnh lý và tỷ lệ chết của tôm được kiểm tra. Tất cả tôm đã được thu hoạch. Tỷ lệ tử vong (%) của mỗi nghiệm thức được tính theo công thức sau: [S1-S2] x 100/S1. Trong đó, S1: tổng số tôm thí nghiệm lúc đầu, S2: Tổng số tôm thí nghiệm còn sống cuối kỳ.

       Phân tích mô bệnh học của tôm bị nhiễm bệnh cũng được tiến hành. Gan tụy tôm được thu ngẫu nhiên vào ngày thứ 3 và ngày 14. Các mẫu mô gan tụy được cố định trong dung dịch AFA của Davidson (1:10) trong 48 giờ và sau đó được chuyển sang cồn 70°. Trước khi đúc thành khối bằng parafin, mẫu được khử nước bằng dung dịch cồn etylic 70%, 80%, 95%, 100% và xylene tương ứng. Sau đó các mẫu được cắt thành dải dài. Mẫu được cho vào nước có nhiệt độ 45-50°C để parafin co dãn và dễ dán lên các lame. Các mẫu trên các con què sau đó được nhuộm bằng thuốc nhuộm Haematoxylin và Eosin (H&E). Các mẫu gan tụy tôm được quan sát và chụp ảnh dưới kính hiển vi ở độ phóng đại 10X, 40X và 100X.

       3. Kết quả
       3.1. Khả năng kháng khuẩn của dịch chiết thảo dược đối với V. parahaemolyticus

       Hoạt tính ức chế của chiết xuất thảo dược chống lại V. parahaemolyticus được đánh giá thông qua xét nghiệm khuếch tán giếng thạch. Đường kính vùng ức chế của các nghiệm thức được trình bày trong Bảng 1. Ở nghiệm thức đối chứng dương, kháng sinh DOX có khả năng ức chế sự phát triển của vi khuẩn và tạo ra vùng ức chế có đường kính 16 mm, được phân loại là “nhạy cảm”, trong khi DMSO (đối chứng âm) không chống lại được vi khuẩn. Tất cả 10 loại thảo mộc đều có khả năng ngăn chặn sự phát triển của V. parahaemolyticus, nguyên nhân chính gây bệnh AHPND trên tôm chân trắng. Đường kính vùng ức chế dao động từ 12,33 đến 25,67 mm. Bốn trong số 10 dược liệu được xếp vào mức độ kháng trung bình với V. parahaemolyticus với đường kính vùng ức chế 12,33 - 13,67 mm. Các loài còn lại (Hibiscus sabdariffa, Mimosa pirga, Eucalyptus globulus, Melaleuca leucadendron, Pithecellobium dulce và Annona squamosa) nhạy cảm với vi khuẩn có đường kính 14,67 – 25,67 mm. H. sabdariffa (25,67± 0,58 mm), M. pirga (25± 0,0 mm) và E. globulus (24,67± 0,58 mm) là những loại thảo mộc hiệu quả nhất trong việc ức chế sự phát triển của V. parahaemolyticus (Hình 1). Ba loài dược thảo gồm H. sabdariffa, M. pirga và E. globulus cho thấy tiềm năng tốt nhất trong việc phòng ngừa và điều trị bệnh hoại tử gan tụy cấp tính; do đó, những mẫu này đã được sử dụng để tiến hành các thí nghiệm tiếp theo.

Bảng 1. Hoạt tính ức chế vi khuẩn của chiết xuất thảo dược.

Notes: Resistant: ≤ 9mm; intermediate: ≥ 10 – 13mm; Sensitive: ≥ 14mm (Lorian, 1995); positive control: Doxycyclin 30 μg (DOX) and Negative control: Dimethyl Sulfoxidec (DMSO).

Hình 1. Vùng ức chế của H. sabdariffa (A), M. pirga (B) và E. globulus (C) chống lại vi khuẩn V. parahaemolyticus.

       H. sabdariffa, M. pirga và E. globulus, có mức độ ức chế V. parahaemolyticus cao nhất, đã được thử nghiệm trong xét nghiệm MIC và MBC. Kết quả được thể hiện trong Bảng 2. Ba chiết xuất thảo mộc có cùng nồng độ ức chế tối thiểu (0,02 mg/mL). Tuy nhiên, kết quả của MBC lại khác nhau giữa ba loại thảo mộc. MBC của E. globulus (0,08 mg/mL) cao hơn H. sabdariffa và M. pirga (0,04 mg/mL). Tỷ lệ MBC/MIC của E. globulus là 4 trong khi tỷ lệ này của H. sabdariffa và M. pirga là 2. Nếu tỷ lệ MBC/MIC nhỏ hơn hoặc bằng 4 thì dịch chiết có thể tiêu diệt vi khuẩn. Kết quả chỉ ra rằng các dịch chiết của H. sabdariffa, M. pirga và E. globulus có khả năng ức chế và diệt khuẩn.

Bảng 2. Nồng độ ức chế tối thiểu (MIC) và nồng độ diệt khuẩn tối thiểu (MBC) của ba chiết xuất thảo dược.

       3.2. Tác dụng có lợi của chiết xuất thảo dược đối với sự phát triển của tôm và các thông số huyết học
       Các thông số chất lượng nước

       Trong quá trình nuôi thí nghiệm, nồng độ NH3, NO2, nhiệt độ, độ kiềm và pH của nước trong bể dao động từ 0 – 0,13 mg/L; 0 - 4 mg/L, 26,5 - 28,0oC, 110 - 120 mg CaCO3/L và pH 7,5 - 8,0 tương ứng (Bảng 3). Nhìn chung, các thông số chất lượng nước được quản lý tốt và không ảnh hưởng tiêu cực đến sự sinh trưởng, phát triển bình thường của tôm trong thời gian thử nghiệm. Không có sự khác biệt đáng kể về các thông số chất lượng nước giữa ba phương pháp điều trị được thể hiện.

       Tăng trưởng của tôm thí nghiệm

       Chiều dài tôm tăng dần qua các giai đoạn lấy mẫu. Mặc dù không thấy sự khác biệt đáng kể giữa phương pháp điều trị bằng thảo dược và đối chứng trong 15 ngày đầu tiên của thí nghiệm, nhưng sự khác biệt đáng kể lại không xảy ra vào ngày thứ 20 trở đi.

       Vào ngày 20 và 25 của đợt thí nghiệm, tôm ở nghiệm thức H. sabdariffa dài hơn tôm ở nghiệm thức M. pirga, E. globulus và đối chứng (p<0,05). Vào ngày thứ 25, chiều dài tôm ở nghiệm thức H. sabdariffa (13,47 mm) cao hơn đáng kể so với các nghiệm thức khác (p<0,05). Vào ngày thí nghiệm cuối cùng (ngày 30), chiều dài tôm của các nghiệm thức bổ sung H. sabdariffa, M. pirga và E. globulus cao hơn đáng kể so với đối chứng (p<0,05), nhưng không khác biệt có ý nghĩa thống kê. trong số các phương pháp điều trị bằng chiết xuất thảo dược khác nhau. Nhìn chung, kết quả cho thấy việc bổ sung chiết xuất thảo dược đã làm tăng chiều dài của tôm thí nghiệm.

       Bảng 4. Tăng trưởng chiều dài tôm chân trắng (trung bình±SD).

       Ghi chú: Trong cùng một cột, các nghiệm thức có chữ cái giống nhau thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05); Chiết xuất thảo dược được sử dụng ở nồng độ 1%.

       Tốc độ tăng trưởng cụ thể về chiều dài (SGRL mm/ngày) và mức tăng trưởng hàng ngày (DLG %/ngày) đều có cùng xu hướng. Có sự khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức sử dụng chiết xuất thảo dược và đối chứng vào ngày 15 và ngày 20, nhưng không có sự khác biệt ở những ngày lấy mẫu khác. Vào ngày thứ 15, SGRL và DLG của tôm trong nghiệm thức H. sabdariffa cao hơn đáng kể so với đối chứng, nhưng không khác biệt đáng kể so với các chiết xuất thảo dược khác. Vào ngày thứ 20, SGRL và DLG ở cả ba nghiệm thức sử dụng chiết xuất thảo dược đều cao hơn so với đối chứng (p<0,05), nhưng không có sự khác biệt giữa các nghiệm thức sử dụng chiết xuất thảo dược. Nói tóm lại, việc bổ sung H. sabdariffa và M. pirga có thể cải thiện đáng kể SGRL và DLG của tôm thí nghiệm.

       Trọng lượng tôm và tốc độ tăng trưởng về trọng lượng tăng dần qua các giai đoạn lấy mẫu (Bảng 5). Các phương pháp điều trị không khác biệt về mặt thống kê về trọng lượng tôm trong 25 ngày đầu tiên thí nghiệm. Chỉ vào ngày lấy mẫu cuối cùng (ngày thứ 30), người ta mới quan sát thấy sự khác biệt đáng kể về trọng lượng tôm giữa các nghiệm thức chiết xuất thảo dược và đối chứng (p<0,05). Trọng lượng trung bình cao nhất (21,67 g/con tôm) được ghi nhận ở nghiệm thức H. sabdariffa, tiếp theo là nghiệm thức M. pirga (21,52 g/con) và E. globulus (20,85 g/ngày) (p>0,05). Trọng lượng tôm này cao hơn đáng kể so với đối chứng (p<0,05). Tóm lại, việc bổ sung H. sabdariffa và M. pirga có thể cải thiện đáng kể trọng lượng trung bình của tôm thí nghiệm mặc dù sự khác biệt giữa các nghiệm thức sử dụng chiết xuất thảo dược là không đáng kể.

Bảng 5. Tăng trưởng trọng lượng tôm thẻ chân trắng (trung bình±SD).

    Ghi chú: Trong cùng một cột, các nghiệm thức có chữ cái giống nhau thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05); Chiết xuất thảo dược được sử dụng ở nồng độ 1%.

       Tốc độ tăng trưởng cụ thể (SGR) và tăng trọng hàng ngày (DWG) của tôm khác nhau đáng kể giữa các nghiệm thức chiết xuất thảo dược và đối chứng vào ngày thứ 10 và 30 (Bảng 5).

       Vào ngày thứ 10, nghiệm thức bổ sung H. sabdariffa cho thấy mức SGR và DWG cao nhất (lần lượt là 2,25 g/ngày và 0,77%/ngày), cao hơn đáng kể so với nghiệm thức E. globulus và đối chứng ( p<0,05). SGR và DWG ở nghiệm thức M. pirga đạt 1,68 g/ngày và 0,19 %/ngày, nhưng không cao hơn đáng kể so với nghiệm thức E. globulus và đối chứng. Vào ngày thứ 30, M. pirga thể hiện mức độ cao nhất trong SGR và DWG, khác biệt đáng kể so với đối chứng, nhưng không đáng kể so với nghiệm thức ở H. sabdariffa và E. globulus. Tóm lại, kết quả chỉ ra rằng việc bổ sung chiết xuất H. sabdariffa và E. globulus có thể cải thiện đáng kể SGR và DWG của tôm thí nghiệm.

       Tỷ lệ sống của tôm thí nghiệm

       Kết quả cho thấy tỷ lệ sống của tôm ở tất cả các nghiệm thức sau 30 ngày dao động từ 84,50 – 88,90%. Tôm ở tất cả các phương pháp điều trị đều có tỷ lệ sống rất cao, nhưng không có sự khác biệt đáng kể về tỷ lệ này giữa các phương pháp điều trị. Công thức đối chứng có tỷ lệ cao nhất (88,90%), tiếp theo là công thức có bổ sung M. pirga (87,78%). Tỷ lệ thấp nhất ở nghiệm thức sử dụng E. globulus (84,50%). Tóm lại, việc bổ sung chiết xuất thảo dược vào thức ăn không ảnh hưởng tiêu cực đến tỷ lệ sống bình thường của tôm thẻ chân trắng.
 

Hình 2. Tỷ lệ sống của tôm thẻ chân trắng trong các phương pháp xử lý bằng thảo dược khác nhau.

       Thông số miễn dịch

       Tổng số lượng tế bào máu (THC) tăng đáng kể khi tôm được cho ăn 1% chiết xuất thảo dược sau 15 và 30 ngày điều trị. Cụ thể, THC cao nhất được tìm thấy trong nghiệm thức điều trị H. sabdariffa, tiếp theo là E. globulus và M. pirga, với lần lượt là 16855x103 tế bào/ml, 19000x103 tế bào/ml, 20090x103 tế bào/ml (Hình 3). Tuy nhiên, chỉ có THC trong điều trị M. pirga là khác biệt đáng kể so với nhóm đối chứng (p<0,05). Kết quả chỉ ra rằng chiết xuất thảo dược làm tăng nhẹ tổng số lượng tế bào máu của tôm so với đối chứng nhưng tế bào hyaline và tế bào hạt không được tăng cường.

       Số lượng từng loại tế bào máu  (DHC) của tôm trong ba phương pháp điều trị và đối chứng cũng được xác định. Số lượng tế bào máu hyaline (HC) có kết quả tương tự như THC sau 30 ngày điều trị. Số lượng bạch cầu hạt (GC) trong nghiệm thức M. pirga vào ngày thứ 15 đã tăng lên và khác biệt đáng kể so với nghiệm thức với H. sabdariffa và E. globulus (p<0,05). Tuy nhiên, vào ngày thứ 30, GC không tăng lên và có sự khác biệt đáng kể giữa nghiệm thức và đối chứng (Hình 3). Tóm lại, việc bổ sung M. pirga đã giúp tôm chân trắng tăng HC và GC vào ngày 15 và 30.
 
 

Hình 3. Kết quả tổng số tế bào máu đếm được ở tôm chân trắng (trung bình±SD). Tổng số lượng tế bào máu (THC); tế bào hyalin (HC); tế bào hạt (GC); Các nghiệm thức có cùng chữ cái thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05).

       4.3. Ảnh hưởng của chiết xuất thảo dược đến khả năng kháng AHPND của tôm (VpAHPND)
       4.3.1. Mật độ vi khuẩn Vibrio parahaemolyticus trong gan tụy tôm thẻ chân trắng

       Mật độ V. parahaemolyticus trong gan của tôm bị nhiễm bệnh (tôm bị nhiễm bệnh) được thể hiện trong Bảng 6. Có sự khác biệt đáng kể giữa nghiệm thức đối chứng dương và các nghiệm thức khác vào ngày thứ 5, 10 và 14. Số lượng V. parahaemolyticus cao nhất được tìm thấy ở đối chứng dương ở nồng độ lần lượt là 2,8x105, 1,1x105 và 5,7x103 CFU/g vào ngày thứ 5, 10 và 14. Tiếp theo là việc bổ sung H. sabdariffa (2,7x104, 1,7x103 và 9,3 x102 CFU/g). Mật độ thấp nhất là ở nghiệm thức E. globulus (4,4x102, 2,3x102 và 2,4x102 CFU/g). Rõ ràng là mật độ vi khuẩn ở nghiệm thức đối chứng dương tính cao hơn đáng kể so với mật độ vi khuẩn ở nghiệm thức chiết xuất từ thảo dược. Tuy nhiên, không có sự khác biệt đáng kể giữa các phương pháp điều trị bằng chiết xuất thảo dược khác nhau. Kết quả của nghiên cứu này chỉ ra rằng cả ba chiết xuất thảo mộc thử nghiệm đều làm giảm hiệu quả sự lây nhiễm của V. parahaemolyticus vào gan tụy của tôm thẻ chân trắng.

       4.3.2. Tôm chết

       Tất cả các chiết xuất thảo dược trong nghiên cứu này đều ảnh hưởng đến tỷ lệ chết của tôm bị nhiễm vi khuẩn gây bệnh (Hình 4). Cho tôm chân trắng nhiễm V. parahaemolyticus sử dụng chiết xuất thảo dược làm giảm đáng kể tỷ lệ chết của tôm. Tỷ lệ chết trong các phương pháp điều trị bằng chiết xuất thảo dược khác nhau thấp hơn đáng kể so với đối chứng dương tính (46,67%) (p<0,05). Trong nghiệm thức H. sabdariffa, tỷ lệ chết chỉ là 13,33%, thấp nhất trong số ba mẫu chiết xuất, có tỷ lệ tương tự với đối chứng âm tính (khoảng 10%). Tương tự, động cơ trong nghiệm thức của M. pirga (18,33%) thấp như đối chứng (p>0,05) nhưng thấp hơn đáng kể so với đối chứng dương (p<0,05). Việc điều trị bằng E. globulus cũng cải thiện tỷ lệ sống, được biểu thị qua tỷ lệ chết thấp hơn so với đối chứng dương (Hình 4). Tóm lại, việc bổ sung chiết xuất H. Sabdariffa và M. pirga đã cải thiện tỷ lệ sống của tôm khi nhiễm V. parahaemolyticus, H. sabdariffa, chiết xuất M. pirga không bị ảnh hưởng bởi bệnh hoại tử gan tụy cấp tính.

       Hình 4. Tỷ lệ chết của tôm thẻ chân trắng sau 14 ngày thử thách (trung bình±SD). Lưu ý: Các nghiệm thức có cùng chữ cái khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05), NC: đối chứng âm tính, PC: đối chứng dương tính Chiết xuất thảo dược được sử dụng ở nồng độ 1%.

       4.3.3. Mô bệnh học của gan tụy

       Vào ngày thứ 3 và 14, gan tụy của tôm bị nhiễm V. parahaemolyticus gây bệnh hoại tử gan tụy cấp tính được xử lý bằng chiết xuất thảo dược và đối chứng dương tính được lấy mẫu và nhuộm bằng thuốc nhuộm H&E. Hình ảnh kính hiển vi quang học gan tụy cho thấy nếu mô gan tụy bình thường (không có tổn thương) thì các ống gan tụy (còn gọi là bóng gan tụy) có cấu trúc hình sao và chứa đầy các tế bào B, R, F. Vào ngày thứ 3 sau khi mô V. parahaemolyticus của tôm ở lô đối chứng dương biểu hiện các đặc điểm điển hình của nhiễm V. parahaemolyticus, như các tế bào biểu mô ở ống gan tụy bị teo và bong tróc, đặc biệt là thiếu tế bào B, R và F. Một số đặc điểm này cũng được tìm thấy ở các nghiệm thức với H. sabdariffa, E. globulus và M. pirga. Tuy nhiên, tác động của vi khuẩn lên cấu trúc mô bệnh học ở phương pháp điều trị bằng thảo dược nhẹ hơn. Cụ thể tình trạng teo và bong tróc tế bào biểu mô chỉ gặp ở mức độ thấp. Tình trạng thiếu tế bào B, R và F trên một đơn vị khối lượng gan tụy ít hơn và không nghiêm trọng. Sự bong tróc của các tế bào biểu mô ở ống gan tụy cũng ít hơn. Hơn nữa, không có sự xâm nhập của vi khuẩn gây bệnh vào mô gan tụy.

       Vào ngày thứ 14, tôm sống ở nghiệm thức bổ sung chiết xuất thảo dược cho thấy sự phục hồi về đặc điểm cấu trúc tế bào. Đặc biệt, mầm bệnh không được phát hiện trong tất cả các nghiệm thức có bổ sung H. sabdariffa, E. globulus và M. pirga; do đó ống gan tụy ở trạng thái bình thường, có một số thay đổi nhỏ. Những kết quả này phù hợp với tỷ lệ tử vong thấp hơn và mật độ vi khuẩn thấp hơn trong tất cả các phương pháp xử lý bằng chiết xuất thảo dược (phần 4.3.1 và 4.3.2). AHPND điển hình gây tổn thương biểu mô gan tụy, hoại tử tế bào biểu mô và thiếu tế bào B, được tìm thấy ở đối chứng dương tính. Những phát hiện này cho thấy chiết xuất của H. sabdariffa, E. globulus và M. pirga có thể tăng cường sức đề kháng của tôm chống lại nhiễm trùng V. parahaemolyticus.
       4. Kết luận
       Nghiên cứu hiện tại đã chứng minh rằng việc bổ sung 1% chiết xuất H. sabdariffa, M. pirga và E. globulus vào thức ăn của tôm thẻ chân trắng trong 30 ngày mang lại tác dụng tích cực như ức chế sự phát triển của vi khuẩn đường ruột (ví dụ: Vibrio), cải thiện các thông số huyết học (THC, HC, GC) và tăng tỷ lệ sống sót. Trong thí nghiệm in-vivo trên tôm, những chất chiết xuất này (đặc biệt là chiết xuất của M. pirga) đã hỗ trợ tôm kháng V. parahaemolyticus. Hơn nữa, chúng có thể ức chế đáng kể V. parahaemolyticus gây bệnh hoại tử gan tụy cấp tính trong thử nghiệm in-vitro. Vì vậy, dịch chiết của các loại thảo mộc này hứa hẹn sẽ được sử dụng như một chất tăng cường miễn dịch hiệu quả trong việc phòng ngừa và điều trị bệnh Vibrio ở tôm chân trắng.

ThS. Hồng Mộng Huyền - Trường Đại học Kiên Giang và TS. Nguyễn Thị Trúc Linh - Trường Đại học Trà Vinh